Hola. Aveces pasa que tú imagen no tiene fondo homogéneo. Hace un año volví a repetir está técnica en el contexto de un taller de imágenes que puedes ver en este enlace: kzbin.info/www/bejne/rqOaiqhpq5p0mKssi=1t2nOrW7ynAyokpy

Ve al los tiempos 12:20 y 32:35 por si no quieres ver todo el vídeo. En ése vídeo muestro como medir las bandas de tres maneras diferentes.

Buena pregunta por cierto!!

Lamentablemente no tengo experiencia en eso. Estoy seguro que puede hacerse, pero tendria que ser con un plugins diferente a gelplot. Saludos

Hola. Si, el programa es gratis y está en constante desarrollo.

Hola El espectro de absorción UV de tu muestra no solo depende del ADN, sino también de cualquier otro contaminante que arrastres. No tengo información de los compuestos que utilizaste para tu purificación, pero un contaminante común en el ADN vegetal son las ligninas de las paredes celulares. Por lo que pude ver (yo no purifico ADN vegetal), las ligninas tienen un pico de absorción a 200 nm. Si este el caso, una contaminación con ligninas desplazaría tu pico de absorción hacia longitudes de ondas menores. Encontré esto en Research gate. www.researchgate.net/figure/Espectros-UV-Vis-de-la-lignina-pino-mocarpel-LPM-y-de-los-productos-de-esterificacion-a_fig1_318505946

Hola El coeficiente de extinción del ADN es 0.020 (μg/ml)−1 cm−1, en ese caso tu observación es correcta. Sin embargo el vídeo tampoco está mal. Por costumbre en muchos lugares se acostumbra utilizar 50 (ug/ml) cm (que es lo mismo pero multiplicando). En este caso hay que multiplicar y no dividir. Supongo que cuando los cálculos se hacían con lápiz y papel, a alguien le resultó más fácil multiplicar por 50 que dividir por 0.02. Saludos

Si, me acabo de percatar que el 50 está en unidades (ug/ml)^-1 cm ^-1 y en ese caso hay que multiplicar. Gracias por la respuesta

Si, me acabo de percatar que el 50 está en unidades (ug/ml)^-1 cm ^-1 y en ese caso hay que multiplicar. Gracias por la respuesta

Hola 200 es el factor de dilución. Las muestras se diluyeron 1/200 antes de tomar las lecturas. Eso se muestra antes.

Hola. Muchas gracias por tu comentario. Las proteínas son el principal (pero no el único) contaminante de una purificación de ADN y tienden a aumentar las lecturas de absorbancia a 280 nm. Cuando la relación de absorbancia de tu muestra medida a 260 y 280 nm (esto es, A260/A280) da entre 1,8 y 1,9, se considera que tu muestra de ADN es pura. Si hay un aumento de la cantidad de proteínas, las lecturas de tu muestra a 280 nm aumentan y la relación A260/A280 comienza a bajar.

No

El SDS es un tipo de detergente aniónico que se utiliza para disolver la membrana plasmática y desnaturalizar proteínas. No entiendo el resto.

Hola, acá tienes la lista de reproducción para toda la serie de videos. kzbin.info/www/bejne/e5jCZ2WXd7Sfqq8 De todos modos no hace falta ver los videos en algún orden establecido. Saludos

Buenos dias, en este caso del min 3:18 del video, el 50 ug/ml hace referencia a el coeficiente de extinción? y de donde sale el 200?...

Hola En la primera pregunta la respuesta es Si. En realidad 50 ug/no es 1/ el coeficiente de extinción. No sé menciona la longitud del paso óptico para simplificar. En el segundo caso 200 es el factor de dilución ya que la muestra se diluye 200 veces antes de la medición. Eso se menciona antes en el vídeo. Saludos

Tienes razón, esa última parte se refiere a la concentración. Voy a ver como lo aclaro sin tener que subir de nuevo el video. Gracias.

Hola, muchas gracias por comentar. A 280 la señal del ADN se reduce a un 40% aproximadamente, por lo tanto el coeficiente de extinción molar debería reducirse en la misma proporción. El coeficiente de extinción a 280 sería de unos 0.008 (µg/ml)-1. cm-1. Sin embargo, no conviene cuantificar ADN en esa región. Los espectros de absorción como es que se muestra en el video, se deben realizar para cualquier sustancia que se quiera cuantificar por absorbancia. Una vez establecida la curva de absorción, se debe buscar una región que garantice la mayor sensibilidad (zonas de alta absorbancia) y la mayor estabilidad de señal (zonas planas sin cambios bruscos de altura). Para el ADN esto se da a 260 nm. A 280 nm la absorbancia cambia mucho con la longitud de onda y un pequeño error de calibración del espectrofotómetro daría cambios bruscos de señal.

Interpreto que es algo en la leche. No estoy familiarizado con ésta proteína. Pero me dejaste intrigado con el problema. Podrías mandarme una introducción al proplema a mí correo electrónico? Mí correo está en los comentarios del video. Tanteando una respuesta rápida (sin estar seguro del tema) Si es una proteína que normalmente está en la leche, se puede cuantificar separándola del resto por electroforesis y luego usando alguna técnica de identificación como el Wester blot. Pero prefiero leer bien el cuestionario

@@zolutojavazj6147 es que eso es todo el problema, así como te lo escribí nos lo puso en una diapositiva jaja xd Se supone que de eso depende si pasamos o no :C Pero muchas gracias c: PD. Me gustan muchos tus vídeos:3

Gracias por tu comentario Uso Inkscape para los gráficos y el equivalente de LibreOffice a Powerpoint para la presentación general (incluida las animaciones).

Hola Cada técnica tiene sus ventajas y desventajas. El gel de poliacrilamida se puede usar para proteínas y para ADN/ARN, el único problema es que es un poco más laborioso de hacer y está limitado a fragmentos relativamente pequeños (50 pares de bases o menos). Esto sin embargo -según tus necesidades- puede ser una ventaja, ya que los geles de acrilamida pueden separar fragmentos que difieren en una base de tamaño y son la base de las técnicas de secuenciación de ADN. Los geles de agarosa son muy fáciles de hacer y son óptimos para fragmentos de 40 a 5000 pares de bases (o más). En el día a día de un laboratorio, este último rango de tamaño es el más frecuente.

@@tesishelper soy estudiante de grado superior de quimica. podrias hacer un video sobre como leer la electroforesis?

​@@dibujosdepako8856. Hay dos maneras de leer una electroforesis. 1) Analizar el tamaño y cantidad de las bandas que se resuelven en la misma. Al final de este video justamente doy unos ejemplos al respecto. 2) Cuantificar la intensidad de las bandas separadas. En este otro video explico como cuantificar bandas de una electroforesis de proteínas que también es extensible a cualquier electroforesis. Cuantificación de bandas de inmunoblots con ImageJ kzbin.info/www/bejne/eqXaenufgJifi6M

Hola, el buffer TE es Tris-HCl 10 mM (pH= 8) y EDTA 1 mM. El EDTA actúa como quelante de cationes divalentes (como Mg2+) que pueden activar enzimas DNAsas o RNasa residuales. Estas enzimas pueden degradar tu muestra con el tiempo. Este video es parte de una serie de videos que se encuentra en mi lista de reproducción. Saludos

@@tesishelper como se hace el TE

@@monicaabigaillaraechavarri618 Para preparar 100 ml de buffer TE Agregar -----> 1,00 mL de (1 Molar Tris-HCl pH: 8,0) o 0,12 g de Tris Agregar -----> 0,20 mL de (0,5 Molar EDTA pH: 8,0) o 29,22 mg de EDTA Agregar solvente hasta un 80 o 90 % del volumen, chequear/ajustar pH si es necesario y completar con solvente hasta volumen final de 100 L El EDTA es difícil de disolver, por eso es conveniente tener una solución 0,5 M pH 8 lista para usar. Es posible que para preparar esta solución tengas que calentar un poco para ayudar a que se disuelva el EDTA. Los cálculos los realicé con mi programa calculador de soluciones que puedes descargar de esta página: sites.google.com/view/tesishelper/zoluto

Hola Que emoción, primer comentario!!!. Veo que el canal se va para arriba ;-) Se puede tranquilamente hacer el mismo procedimiento para productos de PCR. El objeto de hacer una segunda linea es para descontar la señal de fondo que suele haber, peor si la imagen es limpia (con muy poca señal de fondo), no es necesario hacer una "segunda linea". El programa da valores relativos, por lo que conviene hacer todo junto de un mismo paso, solo de esa manera podrías estar seguro de comparar una banda con respecto a la otra. Por otro lado, Imagino una situación donde tus productos de PCR tienen un tamaño de 500 pb, pero el patrón de ADN de cantidad conocida (con el que vas a comparar) tiene un tamaño de 900 pb. Claramente no están en la misma "linea". En ese caso, yo haría una "primera linea" para mis productos y "una segunda linea para" el ADN patrón. Debo suponer que tu intención es cuantificar la cantidad de ADN producido por la reacción de PCR. Recuerda que con una PCR de punto final, no es posible estimar la cantidad original del ADN templado (lo aclaro por las dudas). Saludos